Dental Tribune France

Formation du biofilm sur les surfaces en polyétheréthercétone (PEEK) et les surfaces en titane

By M Sargon Barkarmo
February 09, 2021

Le polyétheréthercétone (PEEK) est un biomatériau commercialisé depuis les années 1980. Il est utilisé comme solution de rechange aux matériaux métalliques en orthopédie (p. ex., dispositifs spinaux ; Lied, Roenning, Sundseth et Helseth, 2010), en chirurgie maxillo-faciale (p. ex., reconstruction osseuse ; Alonso-Rodriguez et al., 2015) et depuis peu, en dentisterie restauratrice (Najeeb, Zafar, Khurshid et Siddiqui, 2016). Ce matériau possède des propriétés biomécaniques avantageuses et il peut résister à la dégradation chimique et biologique (Kurtz et Devine, 2007). Dans le domaine des prothèses dentaires, l’utilisation du PEEK dans les interventions reconstructrices suscite un intérêt croissant depuis quelques années, quoique peu d’études cliniques aient été rapportées à ce sujet. En implantologie, le titane et la zircone sont couramment utilisés pour les piliers et comme matériaux d’armature dans les supra constructions.

Ces dernières années, d’autres matériaux ont toutefois fait leur apparition, notamment le PEEK (Santing, Meijer, Raghoebar et Ozcan, 2012 ; Stawarczyk et al., 2013). Bien qu’il offre de nombreux avantages, le PEEK, comme tous les autres biomatériaux, peut aussi provoquer des réactions tissulaires indésirables (p. ex., des réactions allergiques) et des infections (Moriarty, Poulsson, Rochford et Richards, 2011). Les infections associées aux biomatériaux comportent un risque de complications graves, même si les infections du site opératoire sont assez rares chez les patients ayant subi une chirurgie orthopédique.
Selon les données du registre de suivi prothétique articulaire (NJR) mis en place en Angleterre, au Pays de Galles, en Irlande du Nord et à l’ile de Man, l’incidence des infections articulaires dues aux prothèses est de l’ordre de 0,4 % dans les dix années qui suivent l’intervention primaire et de 2,3 % après une chirurgie de reprise (Lenguerrand et al., 2017). Dans article de synthèse, Mombelli, Muller et Cionca (2012) rapportent que les infections orales péri-implantaires affecteraient 10 % des implants et 20 % des patients dans les cinq à dix ans qui suivent la pose d’un implant. D’une étude à l’autre, on dénote cependant des variations de la prévalence de la péri-implantite, qui sont dues à des facteurs tels que les différents modelés d’étude, les dissemblances dans les populations étudiées et le manque d’homogénéité dans la définition de la pathologie.Les biomateriaux mis en place dans la cavité orale ne sont généralement pas scellés et protégés dans les tissus, mais sont au contraire exposés à la salive et à différents pH, ainsi qu’à de nombreux types de bactéries.
Plus de 700 espèces ont été identifiées dans l’environnement buccal (Aas, Paster, Stokes, Olsen et Dewhirst, 2005), et le biofilm se forme sur toutes les surfaces exposées, y compris les matériaux de restauration (Moons, Michiels et Aertsen, 2009). Le processus de formation du biofilm peut être divisé en trois phases : fixation, colonisation et développement (Hojo, Nagaoka, Ohshima et Maeda, 2009). Pour survivre dans la cavité orale, les bactéries doivent adhérer aux surfaces revêtues d’une pellicule, desquamer ces surfaces ou éliminer les autres bactéries qui y sont déjà présentes (Kolenbrander, Palmer, Periasamy et Jakubovics, 2010). Durant la fixation, les colonisateurs primaires interagissent avec la pellicule exogène acquise et les récepteurs exprimés à sa surface qui facilitent l’adhésion (Periasamy et Kolenbrander, 2010). Les colonisateurs primaires regroupent divers streptocoques, tels que Streptococcus sanguinis, Streptococcus gordonii et Streptococcus oralis et ceux-ci peuvent adhérer directement à la surface et se lier à d’autres espèces présentes dans le biofilm initial (Kreth, Merritt et Qi, 2009).Bon nombre de ces micro-organismes peuvent utiliser le sucrose et d’autres hydrates de carbone issus des aliments pour synthétiser des polysaccharides qui contribuent à la formation d’une matrice extracellulaire, et favorisent l’adhésion ainsi que la colonisation (Dahlen, 2009). Les biofilms sont présents chez les personnes saines et sont généralement inoffensifs, car ils sont principalement composés de bactéries commensales.

Toutefois, s’ils ont la possibilité de s’accumuler, leur composition peut changer et permettre aux pathogènes de dominer (Oilo et Bakken, 2015). Selon l’emplacement, il existe un risque de carie, de gingivite, et par la suite de parodontite ou de péri-implantite.

Certains pathogènes, notamment Enterococcus faecalis, se montrent aussi extrêmement résistants à de nombreux antibiotiques (Kouidhi, Zmantar, Mahdouani, Hentati et Bakhrouf, 2011). Il est donc important d’utiliser des matériaux qui ne favorisent pas la formation du biofilm.

Les facteurs qui déterminent le taux de croissance bactérienne sur les différents matériaux de restauration ne sont pas encore bien compris. Certaines études ont démontré que la formation du biofilm sur les métaux diffère de celle que l’on observe sur la céramique et les polymères (Busscher, Rinastiti, Siswomihardjo et Van der Mei, 2010). Outre la composition chimique et l’énergie libre de surface, la présence et les dimensions des caractéristiques superficielles, telles que les pores et les défauts, susceptibles de créer des conditions favorables à la croissance bactérienne, peuvent également influencer l’adhésion bactérienne (Oilo et Bakken, 2015). Hahnel, Wieser, Lang et Rosentritt (2015) ont réalisé une comparaison in vitro des biofilms multi espèces sur différents matériaux utilisés pour les piliers et ont montré que la formation du biofilm sur le PEEK était équivalente ou inferieure à celle qu’ils observaient sur la zircone et le titane. La surface du matériau en PEEK utilisé dans l’étude de Hahnel était cependant beaucoup plus lisse que la zircone et le titane, et ceci pourrait avoir influencé le résultat. En effet, les études ont montré qu’une augmentation de la rugosité de surface est significativement en faveur de la fixation bactérienne, de la formation du biofilm, et en facilite la croissance (Bollen, Lambrechts, et Quirynen, 1997 ; Teughels, Van Assche, Sliepen et Quirynen, 2006). La plupart des études évaluant la croissance bactérienne sur le PEEK, se sont principalement concentrées sur les pathogènes associés aux infections orthopédiques, notamment Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Pseudomonas aeruginosa, et Escherichia coli (Barton, Sagers et Pitt, 1996 ; Stawarczyk et al., 2014). Une meilleure connaissance de l’adhésion bactérienne et de la formation du biofilm sur les nouveaux matériaux, pourra nous aider à accroitre notre compréhension de leurs applications et du risque potentiel de développement de maladies. Cependant, selon Hahnel et al. (2015), il n’existe que peu de documentation disponible concernant l’adhésion et la prolifération de bactéries buccales cliniquement pertinentes sur le PEEK. L’objectif de cette étude in vitro était de comparer la formation du biofilm par diverses espèces bactériennes buccales sur différentes textures de surface de PEEK, c’est-à-dire du PEEK ≪ en l’état ≫ et du PEEK sable, avec le biofilm forme sur le titane pur commercial (Ti-pc) et sur le titane charge d’aluminium à 6 % et de vanadium à 4 % (titane-6 aluminium-4 vanadium, Ti6Al4V) qui est l’alliage de titane le plus couramment utilisé. Nous sommes partis de l’hypothèse que l’adhésion bactérienne et la formation du biofilm seraient affectées par la composition du matériau et la rugosité de surface.

2 Matériel et méthodes

Quatre groupes de matériaux ont été étudiés : PEEK, PEEK sablé, Ti-pc et Ti6Al4V.

2.1 PEEK

Les échantillons de PEEK ont été usines à partir de PEEK naturel Ketron LSG (Life Science Grade) fabriqué par Quadrant EPP N.V., Tielt, Belgique. Un groupe d’échantillons de PEEK a été laissé ≪ en l’état ≫ et l’autre groupe a subi un traitement de surface par sablage avec des particules d’oxyde d’aluminium (Al2O3) de 110 μm, à une pression d’air de 2 bars, au moyen d’une unité d’air-abrasion (Basic Quattro ; Renfert GmbH, Hilzingen, Allemagne). Le sablage a été effectué pendant dix secondes sur chaque côté, à une distance de 20 mm.

2.2 Titane pur commercial

Les échantillons ont été usinés à partir de titane de grade 4, conforme à la norme ISO 5832-2/ASTM F67 (Zapp Medical Alloys GmbH, Schwerte, Allemagne).

2.3 Titane-6 aluminum-4 vanadium

Les échantillons ont été préparés avec du Ti6Al4V à très faible niveau d’interstice (espace entre les grains de l’alliage) conforme à la norme ISO 5832-3/ASTM F136 relative aux spécifications de ce matériau (Xi’an Aerospace New Material Co., Ltd., Xi’an Xian, Shanxi, Chine).

Tous les échantillons ont été usinés à partir d’une tige de 10 mm de diamètre, pour produire des échantillons cunéiformes ayant une épaisseur de 2 mm. La vitesse de coupe était de 94 m/min et le débit d’alimentation de 0,01 à 0,02 mm/tour par minute. Apres l’usinage, les deux côtes des échantillons cunéiformes ont été traités radialement par un outil de tournage en carbure plein. Ensuite, les échantillons ont été nettoyés quinze minutes dans un bain aux ultrasons contenant un liquide alcalin (Extran AP15 a 1 %, Merck, Darmstadt, Allemagne) et de l’eau courante a 60 °C, puis rinces à l’eau distillée et immergés dans de l’éthanol à 70 % pendant quinze min. Apres séchage, les échantillons ont été placés dans des sacs de stérilisation qui ont été scellés et stérilisés en autoclave (Getinge AB, Getinge, Suède) durant un cycle de 60 min à 134 °C et 3 bars.

2.4 Topographie

Les données topographiques ont été acquises à l’aide d’un interféromètre en lumière blanche (SmartWLI-Extended, GBS, Allemagne). Trois échantillons cunéiformes de chaque groupe ont fait l’objet d’un balayage vertical en trois endroits différents avec un objectif de Mirau, à un grossissement de 50 et une résolution verticale de 0,1 nm. Chaque balayage a été effectué sous le contrôle d’un dispositif anti vibrations (Nano Series, Accurion, Allemagne), les limites supérieures et inférieures de chaque balayage étaient approximativement de 250 μm. La mesure portait sur une surface de 356 x 223 μm. Les données ont d’abord été acquises au moyen du logiciel SmartVIS3D, version 2.1 (GBS, Allemagne), puis traitées par le logiciel MountainMaps, version 7.4 (Digital Surf, France). Le traitement des données a été réalisé en deux étapes. Pour commencer, les valeurs aberrantes ont été supprimées, puis un filtre gaussien passe-haut de 50 x 50 μm a été utilisé pour séparer la rugosité de la forme et des ondulations (Wennerberg et Albrektsson, 2000). Les paramètres topographiques suivants ont été mesurés : Sa (μm), qui est la moyenne arithmétique de la rugosité, c’est-à-dire la déviation moyenne de la hauteur par rapport à un plan moyen dans la surface de mesure. Sds (1/μm2), qui est la densité des sommets, c’est-à-dire le nombre de sommets par unité de surface. Sdr (%), qui est le rapport de surface interfaciale développée, c’est-à-dire la surface supplémentaire due à la rugosité en comparaison avec une surface tout à fait plane.

2.5 Microscopie électronique à balayage

Les échantillons ont été montés sur des supports en aluminium et fixés au moyen de disques adhésifs en carbone. Un ruban de cuivre a été utilisé pour améliorer la conductivité des échantillons de PEEK et tous ont été revêtus d’or par pulvérisation cathodique, avec une tension de dépôt de 25 kV durant 2 min (appareil de pulvérisation cathodique Emitech K550X, East Grinstead, Royaume-Uni). Les images ont été acquises avec un microscope électronique à balayage Zeiss Evo MA10 (Cambridge, Royaume-Uni).

Au moins cinq zones distinctes de la surface entière de trois spécimens de chaque échantillon ont été numérisées à des grossissements allant de 500 x a 6 000 x, à une distance de travail de 10 mm.

2.6 Spectroscopie à rayons X à dispersion d’énergie

Des analyses par spectroscopie à rayons X à dispersion d’énergie (EDS) ont été réalisées pour confirmer la composition élémentaire des échantillons, et vérifier la présence ou l’absence d’une contamination après le sablage. Les spécimens ont été montés sur des supports en aluminium (12,5 mm o, AGG301, Agar Scientific, Royaume-Uni) et fixés par des disques adhésifs en carbone (12 mm o, AGG3347N, Agar Scientific, Royaume-Uni).

Un fin trait de peinture argentée (G3691, Agar Scientific, Royaume-Uni) a été utilisé pour améliorer la conductivité des spécimens.

Les spécimens ont été revêtus d’or (environ 5,0 nm) a l’aide du métalliseur Q150T ES (Quorum Technologies, Royaume-Uni), puis un microscope électronique à balayage LEO Ultra 55 à 10 kV (Carl Zeiss, Allemagne) équipé d’un détecteur EDS (Inca, Oxford, Royaqune-uni) a servi à produire les spectres EDS.

2.7 Angle de contact

Des gouttelettes (volume de 5 μL) d’eau distillée ont été appliquées sur chaque surface, en trois endroits différents, et l’angle de contact a été numérisé au moyen d’une camera vidéo JVC-3CCD (JVC, Yokohama, Japon). Les angles de contact moyens avec l’eau ont été calculés au moyen du logiciel d’analyse d’images Optimas 6.5 (Glenview, Illinois, Etats-Unis).

2.8 Analyse microbiologique

Quatre espèces de bactéries généralement présentes dans les biofilms buccaux ont été sélectionnées pour comparer la croissance bactérienne et la formation du biofilm sur les quatre matériaux : S. sanguinis (ATCC 10556), S. oralis (ATCC 35037), E. faecalis (ATCC 19433), et S. gordonii (ATCC 10558). Toutes les bactéries ont été cultivées sur de la gélose trypto-caseine soja (Oxoid, Basingstoke, Royaume-Uni) et incubées de 24 à 48 heures dans une atmosphère de CO2 a 5 %, à 37 °C, pour obtenir des colonies individuelles. Une colonie a été mise en suspension dans 10 mL de bouillon de culture BHI (infusion coeurcervelle, Oxoid, Basingstoke, Royaume-Uni) contenant du sucrose à 1 % (Fluka Analytical), puis elle a été incubée pendant la nuit a 37 °C/100 tr/min dans un agitateur incubateur (N-BIOTEK NB-205, Progen Scientific, Londres, Royaume-Uni). S. gordonii a été cultivé de la même façon dans le BHI, avec et sans sucrose à 1 %, afin d’effectuer une comparaison dans des conditions qui seraient moins favorables à la synthèse de polysaccharides. Après la nuit, les cultures ont été diluées dans du BHI pour obtenir une suspension contenant environ 103 unités formant colonie (UFC)/mL dont 1 mL a été transféré sur une plaque de 24 puits (Thermo Fisher Scientific, Loughborough, Royaume-Uni) contenant les échantillons cunéiformes stériles. La plaque a ensuite été incubée a 37 °C/40 tr/min pendant un maximum de 120 heures, avec changement du milieu toutes les 24 heures. Chacune des expériences comportait quatre échantillons cunéiformes de chaque matériau à toutes les évaluations. Trois des quatre échantillons cunéiformes ont été utilisés pour quantifier le biofilm et le quatrième a été préparé pour l’examen au microscope électronique à balayage (MEB), comme décrit ci-dessous.

2.9 Analyse des biofilms

La formation du biofilm a été quantifiée par une méthode modifiée du test de Christensen et al. (1985). En bref, les échantillons ont été transférés sur une nouvelle plaque de 24 puits et rinces une fois avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS). La fixation a été effectuée par immersion des échantillons dans 1 mL de formol a 10 % pendant 5 min, suivie par un rinçage au PBS. Ensuite, 300 μL de cristal violet a 0,1 % (Prolab-diagnostics, Bromborough, Royaume-Uni) a été ajouté puis éliminé au bout de 5 minutes, et les échantillons ont été rincés trois fois au PBS pour éliminer les excès de colorant. Ils ont été séchés pendant 2 heures à 37 °C. Le cristal violet a été solubilise par immersion dans 200 μL de méthanol sur un plateau vibrant pendant 2 heures. Les échantillons ont été retirés et l’absorbance a été lue à 590 nm dans un spectrophotomètre (Jenway 7315, Staffordshire, Royaume-Uni). L’absorbance du colorant élue est proportionnelle à la concentration des bactéries présentes à la surface de l’échantillon.

2.10 MEB des biofilms

Après la formation du biofilm, le milieu de culture a été éliminé et les échantillons ont été rincés dans du PBS. Ils ont ensuite été fixes au glutaraldéhyde à 2,5 % (qualité microscopie électronique (ME), Agar Scientific, Royaume-Uni) dans un tampon de cacodylate de sodium 0,1 M (Sigma, Royaume- Uni) a pH 7,2 dans lequel ils ont été laissés pendant 10 min à température ambiante, puis ils ont été déshydratés dans des solutions d’éthanol de concentration croissante (de 20 % à 100 %). La solution d’éthanol a 100 % a été remplacée par de l’hexamethyldisilazane (Sigma, Royaume-Uni), qui a été éliminé par évaporation. Les images des échantillons et des biofilms ont été acquises par la même méthode MEB décrite précédemment.

2.11 Analyse statistique

Les comparaisons statistiques de l’interférométrie, des mesures d’angle de contact et des biofilms ont été réalisées par une analyse de la variance a un facteur (ANOVA), suivie du test post hoc de Tukey. Une ANOVA a deux facteurs puis le test post hoc de Tukey ont été utilisés, pour comparer l’effet des deux variables indépendantes (c.-à-d., matériau et temps) sur la formation des biofilms. La signification statistique a été évaluée à l’aide du logiciel statistique Minitab 17 (State College, Pennsylvanie, Etats-Unis) ou du logiciel SPSS version 21,0 (SPSS IBM, Chicago, Illinois, Etats-Unis). Une valeur p < 0,05 a été considérée comme statistiquement significative.

3 Résultats

3.1 Topographie

Les résultats des mesures de la topographie de surface sont présents dans le Tableau 1. La surface du PEEK sable était sensiblement plus rugueuse et tous les paramètres (Sa, Sds, Sdr) affichaient des valeurs moyennes plus élevées que les trois autres surfaces. Les surfaces du Ti-pc et du Ti6Al4V étaient sensiblement plus lisses que celles du PEEK et présentaient des valeurs moyennes de Sa et Sds plus faibles.

Tableau 1 : Résultats de l’analyse de la topographie de surface.

3.2 Microscopie électronique à balayage

Les images MEB des surfaces des échantillons cunéiformes sont illustrées à la Figure 1. Les micrographies du centre de chaque échantillon révèlent des rainures d’usinage circulaires sauf dans le cas du PEEK sable. Les deux surfaces en titane apparaissent relativement lisses sauf en ce qui rainures (Figures 1 e–h), tandis que la surface du PEEK montre une certaine rugosité avec quelques irrégularités (Figures 1 a–b). Le PEEK sable est extrêmement diffèrent, la totalité de sa surface est rugueuse et présente des crêtes et des creux à l’échelle micrométrique (Figures 1 c–d).

3.3 Spectroscopie à rayons X à dispersion d’énergie

Les résultats de l’analyse EDS ont confirmé la pureté prévue du Ti-pc et la composition du Ti6Al4V (Tableau 2). La petite quantité d’aluminium présente dans l’échantillon de PEEK sable pouvait être due à des résidus du sablage par l’oxyde d’aluminium (Al2O3) incrustés dans la surface.

Tableau 2 : Résultats de l’analyse EDS Abréviations : Ti-pc, titane pur commercial ; EDS, spectroscopie à rayons X à dispersion d’énergie ; PEEK, polyétherethercétone ; nd, non détecté ; Ti6Al4V, titane-6 aluminum-4 vanadium.

3.4 Angle de contact

Les résultats des mesures de l’angle de contact sont présents dans le Tableau 3. Le PEEK sablé a présenté la valeur moyenne la plus élevée de l’angle de contact. Les deux échantillons de PEEK étaient beaucoup plus hydrophobes que les échantillons de titane (< 0,01), mais il n’existait aucune différence statistique entre le Ti-pc et le Ti6Al4V (0,06). Le PEEK sablé était beaucoup plus hydrophobe que le PEEK non sablé (< 0,001).

3.5 Formation du biofilm

Tableau 3 : Mesures de l’angle de contact pour les différents matériaux. Abréviations : Ti-pc, titane pur commercial ; PEEK, polyétherethercetone ; Ti6Al4V, titane-6 aluminum- 4 vanadium. Angles de contact moyens et leurs écarts-types entre la goutte de liquide et la surface solide (°). N = 3. Les valeurs moyennes n’ayant pas le même exposant sont sensiblement différentes – calcul effectué par une analyse de la variance à un facteur, suivie d’un test post hoc de Tukey, niveau de signification fixe a p < 0,05.

La formation la plus importante du biofilm par S. sanguinis a été observée sur le PEEK sablé à 72 heures, mais il n’y avait aucune différence significative par rapport au PEEK et au Ti-pc (Figure 2a). Le Ti6Al4V présentait beaucoup moins de biofilm par rapport aux trois autres matériaux après 72 heures. Comme attendu, la quantité de biofilm a augmenté après 120 heures sur toutes les surfaces, mais les résultats étaient plus variables et aucune différence significative n’existait entre les groupes après ce temps. Une ANOVA á deux facteurs avec interaction du temps et du matériau a été réalisée, pour déterminer les différences entre les groupes échantillonnés. Selon l’analyse, le PEEK et le PEEK sablé présentaient des valeurs moyennes de l’absorbance nettement plus élevées que le Ti64AlV, tandis que le Ti-pc ne différait d’aucun des autres groupes.

A 72 heures comme à 120 heures, S. sanguinis avait complètement recouvert les surfaces (Figure 3). Après 120 heures, certaines des cellules étaient masquées par une substance ayant l’aspect d’une matrice extracellulaire amorphe. Des caractéristiques similaires ont été observées avec les autres bactéries à ce moment-là (non montré). Aucune différence significative dans la formation du biofilm par S. oralis n’a été observée sur les divers matériaux et surfaces après 72 heures (Figure 2b). Toutefois, après 120 heures. Le PEEK sablé présentait une absorbance beaucoup plus élevée (< 0,05).

En présence d’E. faecalis, la quantité de biofilm sur le PEEK et le PEEK sablé était beaucoup plus grande que sur Ti6Al4V après 72 heures (Figure 2c). Après 120 heures, la formation du biofilm était nettement plus prononcée sur le Ti-pc que sur les trois autres matériaux, comme la confirme une ANOVA a deux facteurs (< 0,05).

La formation du biofilm par S. gordonii était plus importante sur les quatre matériaux lorsque la bactérie avait été cultivée en présence de sucrose par rapport à une culture sans sucrose (Figure 4). Une substance extracellulaire amorphe, supposée être un polysaccharide, est apparue sur les images MEB de toutes les souches après des périodes prolongées de culture et, comme attendu, elle était moins abondante dans les échantillons contenant S. gordonii qui avaient été cultivés sans sucrose. Dans les deux cas, on observait une quantité beaucoup plus importante de biofilm sur le PEEK sablé que sur le PEEK. Les images MEB de S. oralis et S. gordonii sur la surface plus rugueuse du PEEK sablé (Figure 5) montrent des chaines de bactéries logées dans les fissures et les anfractuosités. Il n’existait aucune différence significative dans la quantité de biofilms formée sur le Ti-pc et le Ti6Al4V.

4 Discussion

Les résultats de cette étude in vitro ont conclu à une bonne croissance bactérienne sur tous les matériaux et ils sont similaires à ceux de Barton et al. (1996), qui ont montré que les bactéries adhéraient de manière tout aussi efficace á de nombreux polymères orthopédiques. Toutefois, on a observé des différences significatives dans la croissance bactérienne entre les divers groupes de matériaux. Nous avions fait l’hypothèse que la formation du biofilm serait affectée par les compositions et rugosités variables des matériaux. La croissance de S. sanguinis s’est avérée moins forte sur le Ti6Al4V que dans les autres groupes à 72 heures. Cependant, après 120 heures, on n’observait plus aucune différence entre les groupes, peut-être parce que le ralentissement de cette croissance ponctuelle était le résultat d’une compétition pour l’espace et les éléments nutritifs.

Nous avons pu confirmer que la rugosité de surface avait un impact sur l’adhésion des bactéries á ces matériaux. En comparant les effets du matériau et du temps, nous avons constaté une formation du biofilm par S. sanguinis nettement plus importante sur le PEEK et le PEEK sablé que sur le Ti6Al4V. La croissance de S. oralis a également été plus forte sur le PEEK sablé que sur tous les autres groupes. La même tendance a pu être observée avec S. gordonii, qui a formé une quantité beaucoup plus importante de biofilm sur le PEEK sablé que sur le PEEK, tant avec que sans sucrose. Il est bien connu qu’une rugosité de surface accrue augmente la quantité de bactéries dans le biofilm par rapport à une surface plus lisse (Teughels et al., 2006). Cela tient notamment à ce que les bactéries peuvent se fixer plus facilement et sont protégées dans les fissures micrométriques de la surface plus rugueuse (Bollen et al., 1997), ainsi qu’on peut le voir sur les images MEB de la figure 5.

Les cellules fixées disposent également d’une surface plus importante pour croitre, comme l’indique le paramètre Sdr, qui était nettement plus élevé sur le PEEK sablé. Ce paramètre Sdr représente la surface supplémentaire attribuable à la rugosité, par rapport à une surface totalement plane. Pour des matériaux implantes destines à former une interface avec le tissu osseux, il est souhaitable de créer une surface rugueuse qui favorise la pénétration du tissu dans la surface. Par contre, en présence de composants non implantes tels que les piliers dentaires, il est important de conserver les biomateriaux présents dans la cavité orale aussi lisses que possible. Cette précaution permet de prévenir les infections en réduisant la quantité de biofilm formée sur les surfaces et facilite également le nettoyage. Les rainures d’usinage présentes sur les échantillons augmentent légèrement la surface disponible pour la colonisation, et pourraient contribuer à l’ancrage du biofilm convergent. Toutefois, il est peu probable que leur présence affecte considérablement l’adhésion initiale des bactéries, car elles sont beaucoup plus larges que les cellules bactériennes.

Certains auteurs ont également évoqué une influence de la mouillabilité d’un biomatériau sur la formation du biofilm (Wassmann, Kreis, Behr et Buergers, 2017). Les matériaux qui possèdent une énergie libre de surface élevée, produisent une surface plus mouillable et sont davantage susceptibles de fixer les bactéries (Teughels et al., 2006), bien que cela dépende du caractère hydrophobe des bactéries (Song, Koo, et Ren, 2015).

Dans la présente étude toutefois, le plus grand angle de contact (mouillabilité moindre) a été observé sur le PEEK sable, suivi du PEEK. Cela s’explique peut-être par entre les éléments de surface saillants, repousse les gouttelettes d’eau. Ce phénomène a été observé avec de nombreuses surfaces rugueuses similaires (Bicol, Thiele et Quere, 2002). S. sanguinis et S. oralis sont tous deux considérés comme des bactéries hydrophobes, et leur adhésion préférentielle aux surfaces hydrophobes a déjà été démontrée (Song et al., 2015). Outre la surface accrue, cette propriété pourrait être un facteur contributif qui explique leur affinité apparente pour les surfaces en PEEK sablé.

La composition chimique de la surface du matériau pourrait également jouer un rôle dans la formation du biofilm (Auschill et al., 2002). La fixation des bactéries à différentes surfaces, implique des mécanismes complexes faisant intervenir diverses forces physico-chimiques qui attirent ou repoussent les bactéries (Teughels et al., 2006). Les analyses EDS ont montré des traces d’aluminium dans le PEEK sablé, dont l’origine était très probablement le sablage par air-abrasion de la surface de PEEK par des particules d’oxyde d’aluminium (Al2O3), mais ceci n’entraine aucune activité antimicrobienne significative (Jastrzqbska, Karwowska, Olszyna et Kunicki, 2013) et n’a probablement aucun effet sur la formation du biofilm.

Jusqu’à présent, il n’y a que peu d’études sur l’influence de la chimie de surface du PEEK associée à la croissance bactérienne. Dans la mesure ou tant la composition que la rugosité de la surface affectent la mouillabilité, il est difficile de déterminer quel paramètre est le plus influent. Toutefois, même si le degré de mouillabilité et la rugosité de surface ont une interaction commune, tout porte à croire que cette dernière est le plus prévalent de ces deux paramètres (Quirynen et Bollen, 1995). Pour comparer les effets de la composition de la surface uniquement, on aurait pu uniformiser la rugosité des surfaces du Ti et du PEEK, et nous admettons qu’il y a la une faille dans cette étude, qui devra faire l’objet d’un travail ultérieur. Néanmoins, bien que la composition du matériau puisse jouer un rôle, l’accroissement de surface créé par les pores superficiels est probablement le paramètre le plus influent, car il permet la pénétration et le piégeage des bactéries dans les irrégularités de cette surface, comme le montre la figure 5. Après 72 et 120 heures, le relief superficiel est minimisé par une couche convergente de bactéries qui remplit les fissures et les anfractuosités de toutes les surfaces (Figure 3). Nos résultats suggèrent que le PEEK usine n’est pas plus expose à la colonisation bactérienne que le Ti-pc ou le TiAl6V4, et sur ce plan, il représente une solution appropriée pour remplacer les métaux en dentisterie prothétique. Des résultats comparables ont été présentes dans le cadre d’une comparaison de la formation du biofilm par S. aureus et S. epidermidis sur le PEEK et sur le Ti (Stawarczyk et al., 2014). Dans notre étude, nous avons observé des taux similaires de croissance bactérienne sur le Ti-pc et le Ti6Al4V en présence des colonisateurs primaires S. sanguinis, S. oralis et S. gordonii.

Cette observation était prévue, car les deux matériaux présentent une rugosité et une mouillabilité comparables (Mabboux, Ponsonnet, Morrier, Jaffrezic et Barsotti, 2004) et elle est conforme aux résultats de Wang et al. concernant S. sanguinis (2018). Une croissance beaucoup plus forte d’E. faecalis a cependant été constatée sur le Ti-pc par rapport aux trois autres surfaces. Une étude plus approfondie est nécessaire pour en obtenir la confirmation. Ceci est sans doute lié aux propriétés de la surface des bactéries et à leur sensibilité à l’aluminium ou au vanadium présents dans l’alliage. Barao et al. (2014) ont observé une meilleure fixation de Porphyromonas gingivalis au Ti-pc qu’au Ti6Al4V. Ils ont suggéré que la fixation moindre de P. gingivalis au Ti6Al4V était peut-être due à l’effet antimicrobien du vanadium (Tousley, Wren, Towler et Mellott – 2012). Cependant, Wang et al. (2018) ont constaté une adhésion plus importante des bactéries E. coli, S. epidermidis et S. sanguinis au vanadium pur par rapport à l’aluminium pur. Jusqu’à présent, les quelques études in vitro ayant comparé la croissance bactérienne sur le Ti-pc et le Ti6Al4V présentent des résultats contradictoires, en fonction des espèces bactériennes et de la conception des études. Les incohérences dans les résultats peuvent également être dues à l’hétérogénéité des propriétés de la paroi cellulaire dans les sous-populations de cellules d’une même espèce bactérienne, comme l’ont rapporté van Merode, van der Mei, Busscher et Krom (2006) pour E. faecalis. Dans un article de synthèse, Shah, Trobos, Thomsen et Palmquist (2016) ont également souligne le manque d’études in vivo concernant la croissance bactérienne et les différences entre le Ti-pc et le Ti6Al4V.

Les biomateriaux introduits dans l’environnement buccal sont immédiatement recouverts par une fine pellicule constituée de diverses protéines, enzymes et autres molécules salivaires auxquelles les bactéries peuvent se fixer pour former un biofilm (Teughels et al., 2006). Mais si la salive facilite l’adhésion bactérienne, elle contient aussi des protéines antibactériennes qui inhibent la croissance et l’adhésion (Hannig et Hannig, 2009). De plus, la pellicule exogène acquise peut dans une certaine mesure uniformiser les différences dans les propriétés physico-chimiques des surfaces (Hannig et Hannig, 2009). Dans notre étude, les bactéries n’ont pas été cultivées en présence de salive, et donc son effet n’a pas été pris en compte. Un autre aspect important a considéré est la composition des biofilms dans la plaque dentaire. En effet, ils ne contiennent pas qu’une seule espèce, mais sont au contraire constitués de communautés ou plusieurs espèces différentes interagissent de façon complexe et répondent aux changements de l’environnement comme une seule entité (Marsh, 2004). Même si les caractéristiques d’espèces bien particulières étaient examinées séparément dans la présente étude, les colonisateurs précoces S. sanguinis, S. oralis et S. gordonii sont aussi importants dans la mesure où ils permettent la fixation de colonisateurs tardifs et, par conséquent, ils influencent la composition du biofilm au cours de sa maturation. Des études ultérieures incluront des biofilms multi espèces plus complexes en présence de salive.

5 Conclusions

Dans les limites de cette étude in vitro, on peut conclure que l’adhésion bactérienne était similaire sur le PEEK, le Ti-pc et le Ti6Al4V. Toutefois, le PEEK sablé, pourvu d’une topographie de surface plus rugueuse, a présente une formation plus importante du biofilm par S. sanguinis, S. oralis, et S. gordonii.

Remerciements : Nous remercions le Dr Torgny Alstad pour sa contribution à l’analyse statistique et le Dr Nina Vyas pour l’aide apportée à l’obtention de certaines des images MEB. Cette étude a été appuyée par des subventions de la fondation Wilhelm and Martina Lundgren Science Foundation. ORCID : Sargon Barkarmo https://orcid.org/0000-0001-9733-0927

Auteurs : MSargon Barkarmo,1 Daniel Longhorn,2 Kiran Leer,2, 3 Carina B. Johansson,1 Victoria Stenport,1 Sebastian Franco-Tabares,1 Sarah A. Kuehne,2, 3 Rachel Sammons2

Cet article en libre accès est mis à disposition selon les termes de la licence Creative Commons Attribution, qui en autorise l’utilisation, la distribution et la reproduction sur tout support, à condition que l’œuvre originale soit dûment citée. © 2019 The Authors. Clinical and Experimental Dental Research – publié par John Wiley & Sons Ltd. Clin Exp Dent Res. 2019;5:427-437. wileyonlinelibrary.com/journal/cre2.
Cet article est est paru dans le journal Dental Tribune France août /septembre 2020 VOL 12 /NO 8-9

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